Évaluation des activités antioxydante et antibactérienne des extraits aqueux des feuilles et des fleurs de Bituminaria bituminosa(L.) Stirton
Pages 2 à 9
Citer cet article
- BAMMOU, M.,
- BOUHLALI, E.D.T.,
- SELLAM, K.,
- EL-RHAFFARI, L.,
- IBIJBIJEN, J.
- et NASSIRI, L.,
- Bammou, M..,
- et al.
- Bammou, M.,
- Bouhlali, E.-D.-T.,
- Sellam, K.,
- El-Rhaffari, L.,
- Ibijbijen, J.
- et Nassiri, L.
https://doi.org/10.3166/phyto-2020-0226
Citer cet article
- Bammou, M.,
- Bouhlali, E.-D.-T.,
- Sellam, K.,
- El-Rhaffari, L.,
- Ibijbijen, J.
- et Nassiri, L.
- Bammou, M..,
- et al.
- BAMMOU, M.,
- BOUHLALI, E.D.T.,
- SELLAM, K.,
- EL-RHAFFARI, L.,
- IBIJBIJEN, J.
- et NASSIRI, L.,
https://doi.org/10.3166/phyto-2020-0226
Introduction
1 La résistance aux antibiotiques atteignant le point de crise dans beaucoup de pays, il y a des besoins urgents de compléter le niveau de notre arsenal d'agents anti-infectieux [1]. De plus, les effets nuisibles du stress oxydant sur la santé humaine sont devenus un problème grave, l'utilisation de molécules antioxydantes de synthèse (buthylhydroxyanisol, BHA, du buthylhydroxytoluène, BHT…) est actuellement remise en cause en raison des risques toxicologiques potentiels [2]. Désormais, de nouvelles sources végétales d'antioxydants et d'antimicrobiens naturels sont recherchées [3]. En effet, les polyphénols sont des composés naturels largement répandus dans le règne végétal qui ont une importance croissante, notamment grâce à leurs effets bénéfiques sur la santé [4]. Leur rôle comme antioxydants naturels suscite un grand intérêt pour la prévention et le traitement de plusieurs maladies [5].
2 Bituminaria bituminosa(L.) Stirt. est une légumineuse sauvage vivace largement distribuée dans le Bassin méditerranéen et les îles Canaries [6]. Elle a été observée au Maroc entre Targuist et Beni Bounsar [7], à la montagne de Zerhoun et Ouazzane [8] et sur les Jbel Bouhachem et Jbel Sougna au Rif [9], cette plante est riche en isoflavonoïdes qui ont des activités antibactériennes, antifongiques, anti-insectes remarquables [10–12] en plus d'un pouvoir antitumoral puissant [11]. Une étude récente a montré que les extraits chloroformique et hexanique ont un effet important sur les deux virus de l'herpès (HSV1 et HSV2) [13].
3 Ainsi, les feuilles de Bituminaria bituminosa sont utilisées en cataplasme pour traiter des blessures (callosités et dureté de la peau) et contre les hémorroïdes [14]. De plus, Bituminaria morisiana, deuxième espèce du genre Bituminaria est dotée d'une activité antioxydante puissante [15], d'une activité antifongique, antibactérienne, antiappétante, et anti-VIH et d'un effet cytotoxique remarquable [12].
4 Aussi, dans la présente étude, l'objectif principal consiste en la valorisation du trèfle bitumeux à travers l'évaluation, d'une part, du pouvoir antioxydant des extraits aqueux (EA) de ses feuilles et des fleurs et, d'autre part, de l'activité antibactérienne de cette espèce.
Matériel et méthodes
Matériel végétal
5 Le matériel végétal est constitué des feuilles et des fleurs de Bituminaria bituminosa (Figs 1, 2) récoltées dans le champ d'application du département de microbiologie de la faculté des sciences de Meknès. Les feuilles et les fleurs ont été séchées et réduites en poudre fine à l'aide d'un broyeur électrique.
Feuilles de Bituminaria bituminosa(L.)
Feuilles de Bituminaria bituminosa(L.)
Fleurs de Bituminaria bituminosa(L.)
Fleurs de Bituminaria bituminosa(L.)
Préparation des extraits végétaux
6 La préparation de l'extrait total aqueux (EA) a été faite selon la méthode décrite par Guédé-Guina et al. qui consiste à macérer séparément 80 g de poudre de feuilles et de fleurs dans 1 l d'eau distillée [16]. Le macérât est homogénéisé pendant 24 heures à l'aide d'un agitateur magnétique de type IKAMAG®-RCT. L'homogénat est filtré une fois sur du papier-filtre Wattman 3 mm. Le filtrat obtenu est évaporé à l'aide d'une étuve à 50 °C pour donner une poudre qui constitue l'EA. Ce dernier est conservé à 4 °C avant l'utilisation.
Dosage des phénols totaux
7 La teneur en phénols totaux des extraits a été déterminée selon la méthode décrite par Singleton et Rossi [17]. Ainsi, 30 μl de l'échantillon (0,005 g/ml) furent mélangés avec 250 μl de réactif de Folin-Ciocalteu ; puis on a ajouté 500 μL d'une solution de carbonate de sodium à (0,1 g/ml). Le volume final a été ajusté à 5 ml avec l'addition de l'eau distillée.
8 L'ensemble a été incubé à température ambiante pendant 30 minutes et la lecture effectuée contre un blanc à l'aide d'un spectrophotomètre à 725 nm. La courbe d'étalonnage a été préparée en utilisant des concentrations (0 à 0,03 g/l) de l'acide caféique. Les composés phénoliques totaux ont été exprimés en milligrammes équivalent d'acide caféique (EAC) par 1 g d'EA.
Activité antioxydante
9 Trois méthodes fondées sur différents mécanismes chimiques ont été choisies pour prendre en compte la large variabilité et la gamme d'action des antioxydants des extraits étudiés ; il s'agit du pouvoir réducteur d'un échantillon par FRAP (ferric reducing antioxidant power), de la capacité de piégeage du radical stable commercial DPPH (1,1-diphényl-2-picrylhydrazyl), et le test d'inhibition de l'AAPH (2-2-azobis2-amidinopropane dihydrochloride).
Pouvoir réducteur du fer FRAP
10 Le pouvoir réducteur du fer a été déterminé selon la méthode de Benzie et Strain [18]. Le réactif de FRAP a été préparé en mélangeant 50 ml de tampon acétate (0,3 M) à pH 3,6, 5 ml de la solution tripyridyltriazine (TPTZ) 10 mM préparée dans l'HCl (40 mM) et 5 ml de solution de chlorure ferrique (FeCl3) [20 mM]. Deux millilitres du réactif de FRAP fraîchement préparé a été ajouté à 10 μl de l'extrait (5 mg/ml). Après dix minutes à température ambiante, l'absorbance a été mesurée à 593 nm contre le blanc. La courbe standard a été construite en utilisant Trolox avec une gamme de concentration allant de 0 à 3,08 mg/l. Le résultat a été exprimé en milligrammes équivalent de Trolox par 1 g d'EA. En principe, plus l'absorbance est grande, plus la puissance de réduction est importante.
Test de piégeage du radical libre DPPH
11 L'activité du balayage du radical DPPH par l'EA de fleurs et des feuilles a été évaluée selon la méthode décrite par Blois [19], avec de légères modifications. Le mélange réactionnel contenait 100 μl de chaque extrait à une concentration allant de 1,25 à 20 g/l et 1,9 ml de la solution méthanolique du DPPH (0,3 mM).
12 Le mélange a été incubé à température ambiante pendant 20 minutes, et l'absorbance a été lue à 517 nm. L'hydroxytoluène butyle (BHT) a été l'antioxydant de référence utilisé pour le contrôle positif. Les valeurs de CI50 (concentration provoquant l'inhibition de 50 %) ont été déterminées graphiquement. La capacité à piéger le radical DPPH a été calculée selon l'équation suivante [20] :
13 % d'activité antioxydante = (Abscontrol – Abstest)/(Abscontrol × 100)
Activité antihémolytique
14 L'activité hémolytique induite par le générateur de radicaux libres AAPH a été mesurée selon la méthode établie par Prost avec des modifications mineures [21]. Deux cents microlitres de sang de lapin hépariné ont été mélangés avec 10 μl de l'EA des fleurs et des feuilles, ensuite on a ajouté 600 μl de l'AAPH (10 %). Le mélange a été incubé à 37 °C et l'absorbance a été mesurée à 450 nm toutes les cinq minutes. L'EA a été remplacé par Trolox et par une solution saline (NaCl 0,9 %) dans le contrôle positif et négatif respectivement. L'effet protecteur des extraits envers l'hémolyse induite par des radicaux libres a été estimé par la détermination du temps de demi-hémolyse.
Tests des activités biologiques des extraits
Matériel bactérien
15 Le matériel bactérien utilisé était composé de six souches de référence provenant de l'Institut d'hygiène de Rabat : trois souches Gram (+), Staphylococcus aureus (ATCC 25923), Staphylococcus aureus (ATCC 6538) et Salmonella abony (NCTC 6017) et trois souches Gram (–), Escherichia coli (ATCC 25922), Escherichia coli (ATCC 8739) et Bacillus subtilis (ATCC 6633).
Méthode des disques
16 Afin d'évaluer l'activité antibactérienne des extraits préparés, la méthode de diffusion sur milieu gélosé consistant en la détermination des diamètres des zones d'inhibition [22,23] a été utilisée. Des disques stérilisés de 6 mm de diamètre ont été imprégnés de 10 μl de différentes concentrations d'EA, respectivement 1 mg/disque, 0,5 mg/disque, 0,25mg/disque et ont été déposés à la surface d'un milieu préalablement ensemencé par une suspension microbienne ayant une turbidité voisine à celle de McFarland 0,5 (106 UFC/ml).
17 Après incubation à 37 °C pendant 24 heures, les zones d'inhibition formées autour des disques ont été mesurées à l'aide d'un pied à coulisse. Chaque essai a été répété trois fois dans les mêmes conditions d'expérimentation.
Méthode de microdilution
18 La solution de résazurine (7-hydroxy-3H-phenoxazin-3-one10-oxide) a été préparée à raison de 0,075 % (w/v) dans de l'eau distillée et stérilisée par filtration ; elle peut être stockée à 4 °C pendant une semaine [24].
19 La concentration minimale inhibitrice (CMI) des extraits a été mesurée par la méthode de microdilution [25], réalisée dans des plaques de 96 puits. Dans cet essai, 100 μl d'une solution de résazurine de couleur violette (750 μg/ml) ont été placés dans les puits de contrôle de stérilité (colonne 11) sur la plaque. 7,5 ml de la solution de résazurine ont été mélangés avec 5 ml de l'organisme d'essai (108 UFC/ml), suivis par le transfert de 100 μl dans les puits de contrôle de croissance (colonne 12) et les puits de test (1re–10e colonnes) sur la plaque. Dans les puits de test, les différentes souches ont été soumises à des concentrations différentes de l'extrait (6,66, 5, 3,33, 2, 0,9 et 0,47 mg/ml). Enfin, la plaque a été incubée à 37 °C pendant environ cinq heures. Chaque essai a été répété trois fois dans les mêmes conditions d'expérimentation.
20 Aussi, le principe de ce protocole expérimental est fondé sur le fait qu'en présence de micro-organismes en croissance, la couleur violette vire au rose, voire devient incolore. Si la croissance est bloquée par la présence d'une substance bactériostatique, on remarque que la couleur violette persiste.
21 En outre, la CMI est déterminée en suivant le virage de la couleur de la résazurine après l'incubation ; le premier puits dont la couleur ne varie pas indique que la CMI correspond à un niveau de 99 % d'inhibition de la croissance.
Analyses statistiques
22 Toutes les expériences ont été réalisées en triple, et les résultats ont été exprimés en moyenne ± l'écart-type. L'analyse statistique a été réalisée par le logiciel statistique R, en utilisant le test de Student. Les différences ont été considérées significatives au seuil de probabilité de 5 % (***p < 0,001 ; 0,001 < **p < 0,01 ; 0,01 < *p < 0,05).
Résultats et discussion
Rendement en extraits secs
23 Le rendement en extraits secs de l'EA de Bituminaria bituminosa a été de l'ordre de 24,83 ± 0,55 % et 21,00 ± 0,66 % respectivement pour les feuilles et les fleurs.
Teneur en phénols totaux
24 La figure 3 présente la teneur en phénols totaux dosée par la méthode de Folin-Ciocalteu et rapportée en milligrammes EAC/g d'extrait.
Teneur en phénols totaux dans l'EA des feuilles et des fleurs
Teneur en phénols totaux dans l'EA des feuilles et des fleurs
25 Les résultats indiquent que les deux parties de la plante ont des teneurs élevées en phénols totaux avec une différence moyennement significative (0,001 < **p < 0,01) ; celle-ci est de 141,01 ± 1,43 mg EAC/g d'extrait pour l'EA des feuilles et de 128,11 ± 3,00 mg EAC/g d'extrait pour celui des fleurs.
26 Selon Pecetti et al., la teneur en polyphénols totaux était similaire chez Bituminaria bituminosa de différentes provenances en Italie, la plupart des valeurs sont autour de 11–12 mg EAG/g du poids sec [26].
27 Aussi, il a été rapporté que le contenu phénolique d'une plante dépend d'un certain nombre de facteurs intrinsèques, tel que la partie de la plante utilisée en plus de facteurs extrinsèques [27].
Pouvoir réducteur par test (FRAP)
28 Il s'agit d'une méthode de mesure de la puissance des substances des extraits à réduire le fer ferrique Fe3+ en fer ferreux Fe2+ qui constitue l'un des mécanismes antioxydants.
29 Dans la présente étude, le test de FRAP a révélé que l'EA des feuilles a un pouvoir réducteur élevé comparé à celui de l'EA des fleurs ; ainsi, la capacité de réduction du fer de l'EA des feuilles est estimée à 64,27 ± 2,97 mg ET/g d'extrait alors que celle de l'EA des fleurs est de l'ordre de 53,61 ± 3,81 mg ET/g d'extrait (Fig. 4).
Pouvoir réducteur de l'EA des feuilles et des fleurs par FRAP
Pouvoir réducteur de l'EA des feuilles et des fleurs par FRAP
30 Aussi, le pouvoir réducteur de Bituminaria bituminosa serait probablement dû à la présence de groupements hydroxyles dans les composés phénoliques qui peuvent servir comme donneurs d'électrons. En effet, les antioxydants sont considérés comme des réducteurs et inactivateurs d'oxydants [28].
Activité antioxydante mesurée par le radical DPPH
31 Les résultats obtenus sont reportés sur les figures 5, 6 ; on y voit une diminution importante et dose-dépendante en concentration du radical DPPH en relation avec l'activité piégeuse de l'EA.
Pourcentage d'inhibition de l'EA des feuilles et des fleurs
Pourcentage d'inhibition de l'EA des feuilles et des fleurs
Concentration inhibitrice de 50 % des radicaux DPPH
Concentration inhibitrice de 50 % des radicaux DPPH
32 Ainsi, l'EA des feuilles à une concentration de 1 mg/ml inhibe 87,23 ± 1,22 % des radicaux libres de DPPH alors qu'avec la même concentration, l'EA des fleurs en inhibe 83,01 ± 0,36 %.
33 L'EA des feuilles présente une forte activité antiradicalaire avec une CI50 égale à 0,203 ± 0,002 mg/ml en comparaison avec de l'EA des fleurs qui présente une CI50 égale à 0,457 ± 0,003 mg/ml, mais reste toutefois d'une efficacité significativement moindre par rapport à celle exprimée par le BHT (CI50 = 0,08 ± 0,0003 mg/ml) [***p < 0,001].
34 Aussi, les CI50 trouvées pour l'EA des feuilles sont comparables à celles trouvées pour trois plantes appartenant à la même famille que Bituminaria bituminosa, celles des Fabacées ; il s'agit de Baphia racemosa avec 0,210 ± 0,065 mg/ml, Virgilia divaricata 0,271 ± 0,051 mg/ml [29] et Mellilotus officinalis 0,252 ± 0,051 mg/ml [30].
35 En outre, la CI50 et l'activité antioxydante de l'extrait testé sont inversement proportionnelles. Enfin, la capacité de balayage du DPPH de l'EA pourrait être attribuée à la présence de composés phénoliques [31].
Activité antihémolytique
36 Une action antioxydante de l'extrait étudié se traduit respectivement par une augmentation du temps de demi-lyse cellulaire lors de l'agression radicalaire des érythrocytes isolés ou du sang total [32].
37 L'addition de l'AAPH conduit à une diminution fortement significative dans le temps de demi-hémolyse de 176,52 ± 3,12 à 94,67 ± 4,46 minutes (p < 0,001).
38 L'application de l'EA des feuilles à la suspension d'érythrocytes avec AAPH a induit une augmentation fortement significative du temps de demi-hémolyse à 133,61 ± 1,22 minutes (p < 0,001), alors que l'application de l'EA des fleurs induit une augmentation non significative du temps de demi-hémolyse à 103,45 ± 6,63 minutes (p > 0,05) (Tableau 1).
Activité antihémolytique de l'EA des feuilles et des fleurs
| Temps de demi-hémolyse | Écart-type | |
|---|---|---|
| Sang + Trolox | 168,17 | 9,29 |
| Sang + eau physiologique | 176,52 | 3,12 |
| Sang + AAPH | 94,67 | 4,46 |
| Sang + AAPH + EA des feuilles | 133,61 | 1,22 |
| Sang + AAPH + EA des fleurs | 103,45 | 6,63 |
Activité antihémolytique de l'EA des feuilles et des fleurs
39 Les teneurs en polyphénols, les activités antiradicalaires et les pouvoirs chélateur et réducteur sont significativement affectés par des facteurs biologiques, environnementaux et techniques [33].
Activité antibactérienne
40 Pour l'évaluation du potentiel antimicrobien des deux extraits investis dans cette étude, on a opté pour deux cibles, des souches Gram+ (Staphylococcus aureus (ATCC 25923), Staphylococcus aureus (ATCC 6538) et Salmonella abony (NCTC 6017)) et des souches Gram– (Escherichia coli (ATCC 25922), Escherichia coli (ATCC 8739) et Bacillus subtilis (ATCC 6633)). En effet, chacun des deux types possède une structure cellulaire propre et un métabolisme particulier. Aussi, des antibiotiques de référence ont été utilisés et testés sur ces souches (Tableau 2).
Antibiogrammes des souches testées
| Souches bactériennes | Antibiotiques | |||||
|---|---|---|---|---|---|---|
| P10 | C30 | CN10 | S10 | AMC30 | CIP5 | |
| Escherichia coli ATCC 25922 | NA | 23,33 ± 0,57 | 21,67 ± 0,57 | 12,33 ± 0,57 | 10,33 ± 0,57 | 23,67 ± 1.11 |
| Escherichia coli ATCC 8739 | NA | 26,33 ± 0,57 | 21,67 ± 0,57 | 12,00 ± 0,00 | 17,00 ± 1,00 | 12,33 ± 0,57 |
| Staphylococcus aureus ATCC 25923 | NA | 17,00 ± 1,00 | 23,67 ± 1.11 | 21,67 ± 0,57 | 34,33 ± 1,15 | 30,33 ± 0.43 |
| Staphylococcus aureus ATCC 6538 | 34,33 ± 1,15 | 29,00 ± 1,00 | 24,66 ± 0,57 | 20,00 ± 0,00 | 33,66 ± 0,57 | 15,33 ± 0,57 |
| Salmonella abony NCTC 6017 | 15,33 ± 0,57 | 26,33 ± 0,57 | 21,00 ± 1,00 | 16,66 ± 0,57 | 23,33 ± 0,57 | 14,670.43 |
| Bacillus subtilis ATCC 6633 | 34,66 ± 0,57 | 35,33 ± 1,15 | 30,66 ± 0,57 | 21,33 ± 0,57 | 29,66 ± 1,15 | 21,67 ± 0,57 |
Antibiogrammes des souches testées
P10 : pénicilline (10 μg/disc) ; C30 : chloramphénicol (30 μg/disc) ; CN10 : gentamicine (10 μg/disc) ; S10 : streptomycine (10 μg/disc) ; AMC30 : amoxicilline/acide clavulanique (30 μg/disc) ; CIP5 : ciprofloxacine (5 μg/disc) ; NA : non actif41 Ainsi, il apparaît que les souches Gram– sont plus sensibles aux deux extraits que les souches Gram+ (Tableau 3).
Diamètres d'inhibition de la croissance bactérienne en millimètres
| Souches bactériennes | Extraits (mg/disque) | |||||
|---|---|---|---|---|---|---|
| EA Feuilles | EA Fleurs | |||||
| 1 | 0,5 | 0,25 | 1 | 0,5 | 0,25 | |
| Gram– | ||||||
| E.c1 ATCC 25922 | 10,66 ± 0,57 | NA | NA | 09,66 ± 0,57 | NA | NA |
| E.c2 ATCC 8739 | 12,00 ± 0,00 | 11,66 ± 0,57 | 09,66 ± 0,57 | 10,66 ± 0,57 | 08,00 ± 0,00 | NA |
| B.s ATCC 6633 | 13,33 ± 0,57 | 12,00 ± 0,00 | 09,66 ± 0,57 | 12,66 ± 0,57 | 09,66 ± 0,57 | 07,67 ± 0,44 |
| Gram+ | ||||||
| S.a2 ATCC 25923 | 10,00 ± 0,00 | 08,33 ± 0,57 | NA | NA | NA | NA |
| S.a1 ATCC 6538 | 12,66 ± 0,57 | 11,33 ± 1,15 | 09,67 ± 0,44 | NA | NA | NA |
| S.ab NCTC 6017 | 11,66 ± 0,57 | 10,66 ± 0,57 | NA | 08,66 ± 0,57 | 07,66 ± 0,57 | NA |
Diamètres d'inhibition de la croissance bactérienne en millimètres
E.c :Escherichia coli ; S.a :Staphylococcus aureus ; S.ab :Salmonella abony ; B.s :Bacillus subtilis. EA : extrait aqueux ; NA : non actif42 L'EA des fleurs est inactif sur les deux souches de Staphylococcus aureus et montre une légère activité contre Salmonella abony et Escherichia coli 2.
43 De son côté, l'EA des feuilles s'est avéré plus efficace que celui des fleurs et montre une activité dose-dépendante remarquable sur toutes les souches étudiées. L'effet de cet extrait est notable vis-à-vis de Bacillus subtilis, avec un maximum d'inhibition de l'ordre de 13,33 ± 0,57 mm de diamètre.
44 Par ailleurs, une étude récente conduite avec les extraits dichlorométhanique, de l'acétate d'éthyle et du n-butanol de Bituminaria bituminosa a montré que ceux-ci ont un pouvoir ; le maximum d'activité a été obtenu avec le dichlorométhane à une concentration de 2 mg/ml et les zones d'inhibition ont été de l'ordre de 20,45, 16,41 et 15,74 mm respectivement contre Staphylococcus aureus ATCC 29213, Klebsiella pneumoniae et Escherichia coli ATCC 25922 [34].
45 Par ailleurs, le large spectre de sensibilité des six souches de référence utilisées est surtout lié à la combinaison de familles phytochimiques au sein de l'extrait et surtout à leur synergie [35].
46 Certes l'activité inhibitrice de l'EA des feuilles et des fleurs sur les souches testées est plus faible que celle due aux antibiotiques de référence (Tableau 2) ; cependant, cet extrait exerce une activité antibactérienne dans la mesure où il est un extrait brut et non pas un produit pur [36].
47 D'un autre côté, dans le tableau 4 sont reportées les CMI des deux extraits sur les souches testées. On remarque que les CMI sont inversement proportionnels aux diamètres des zones d'inhibition ; en effet, plus le diamètre d'inhibition est important, moins la CMI est grande. Il apparaît donc clairement que toutes les souches testées ont été sensibles à l'action antimicrobienne des deux extraits à des degrés de dilutions différents. Ainsi, les souches les plus sensibles et dont les CMI sont les plus basses sont dans l'ordre de sensibilité suivant : Bacillus subtilis > Escherichia coli > Salmonella abony pour l'extrait des feuilles.
Concentrations minimales inhibitrices
| Souches bactériennes | CMI en mg/ml | |
|---|---|---|
| EA Fleurs | EA Feuilles | |
| Gram+ | ||
| E.c1 ATCC 25922 | 5,00 | 0,90 |
| E.c2 ATCC 8739 | 1,66 | 0,90 |
| B. s ATCC 6633 | 1,66 | 0,33 |
| Gram– | ||
| S. a2 ATCC 6538 | 5 | 3,33 |
| S. a1 ATCC 25923 | 6,66 | 5 |
| S. ab NCTC 6017 | 3,33 | 1,66 |
Concentrations minimales inhibitrices
E.c :Escherichia coli ; S.a :Staphylococcus aureus ; S.ab :Salmonella abony ; B.s :Bacillus subtilisConclusion
48 Afin d'isoler de nouvelles substances naturelles permettant de mettre au point de nouvelles voies d'application tant dans les domaines de la pharmacie et du cosmétique, ce travail est une contribution à l'étude d'activités biologiques de Bituminaria bituminosa issue du champ d'application du département de microbiologie de la faculté des sciences de Meknès (Maroc). L'analyse quantitative réalisée par spectrophotométrie a révélé des teneurs appréciables en polyphénols, et une activité antioxydante remarquable vis-à-vis différents substrats (minéral, organique et biologique), ainsi qu'une activité antibactérienne importante.
Liens d'intérêts :
les auteurs déclarent ne pas avoir de liens d'intérêts.Références
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Mots-clés éditeurs : Activité antibactérienne, Activité antihémolytique, Activité antioxydante, Bituminaria bituminosa, Extrait aqueux
Date de mise en ligne : 26/09/2024
https://doi.org/10.3166/phyto-2020-0226